遺伝子の水平伝達 ― 土壌中のDNA
Ag BioView Post
Kaare M. Nielsen, Ph.D.
ハーバード大学・進化・社会生物学部
2001年 5月 15日
翻訳 河田昌東
「遺伝子の水平伝達はいつでも起こりうるのか？」というDr、Innesの疑問に答えたい。
最近（5月14日）Dr.Innesは次のような疑問を出した「もし遺伝子の水平伝達が何時でも起こるなら、遺伝子組換えが何故そんなに不自然なことなのか？ この主張は矛盾しているのではないか。グリーンピースのホームページはこの疑問に関して述べていない。この10年間私は遺伝子の水平伝達の分野を見てきたが、遺伝子組換えにとってこれが何故問題かという点に関しては議論が変わってきたと思う。はじめは、データも無かったが水平伝達はめったに起こらないから遺伝子組換えはそれほど問題でない、という議論があった。今では、データも集まり、遺伝子の水平伝達は何時でも起こりうる、という議論になっている。それなら、遺伝子組換えは何故そんなに心配しなければならないのか？以前の議論は科学的だったが、現在のそれには疑問がある」
遺伝子の水平伝達は（突然変異同様）ある細菌集団には何の痕跡も残さずに頻繁に起こりうる。 その理由は以下の通りである。導入された遺伝的変異は宿主にとって利益が無いため、それが突然変異だろうと水平伝達で獲得されたものだろうとにかかわらず、集団内部では純化への選択圧力によって除去されるからである。そうした導入遺伝子は細菌集団には固定化しないだろう。第2に、かけ離れた種から水平伝達で入った遺伝子は、受容細菌の中で安定的に存在しにくく、ドナー生物とはヌクレオチド配列、遺伝子発現様式、コドン（遺伝暗号）利用率、そして恐らくは翻訳後の蛋白質の修飾、蛋白質間相互作用、などの違いによって、機能しにくいからである。従って、導入された遺伝子は他の自然界の遺伝子と同様だと考えれば、自然のドナーから転移してきた遺伝子とそれほど違った挙動はしない、と考えるのが妥当である。
しかしながら、導入遺伝子はしばしば自然界の遺伝子とはいくつかの点で異なっている。
それが問題の原因である。導入遺伝子はしばしば原核生物（訳注：細菌などDNAが核膜で覆われていない生物）と相同性を持つDNAを持っている。それで、細菌DNAに取り込まれる確率が高くなっている。多くの研究の示すところでは、DNAの相同性のあるなしが、細菌の染色体DNAが水平伝達出来るかどうかの主な障壁になっている。
組換え遺伝子はしばしば様ざまな宿主の中で幅広く発現できるように遺伝子が改変されている。 即ち、イントロン（訳注：DNAが核膜で覆われている細胞を持つ真核生物特有のDNA配列。蛋白質のアミノ酸配列には反映されない）を欠いていたり、幅広い宿主内で活性を示すプロモーターを持ち（即ち、ウイルスやは細菌由来の）、機能するために宿主細胞質内の他の蛋白質との相互作用が必要でない事が多い。従って、導入遺伝子はもし水平伝達されれば発現の可能性は高いといえる。
導入遺伝子は、新しい蛋白質ドメインをもつ合成遺伝子を利用したり、新たな環境中で自然淘汰にさらされたことが無い新しい生化学的代謝経路を持つ、などの理由で新しい遺伝的変異を示すと言える。従って、それらの導入遺伝子は新たな宿主の中で選択の優位性を持ったり持たなかったりするだろう。遺伝子操作で行われるスケールの時間内で、細菌に遺伝的変異をもたらすメカニズムが、いくつもの生物からのDNAを連結させてコンパクトな機能単位に作り上げるのは難しいだろう。 従って、遺伝子組換えは自然界でも起こっているという議論は、導入遺伝子が単純な形質の変化を超え、遺伝的に新しい形質をもたらす場合には成り立たない。
従って組換え遺伝子は、水平伝達の可能性に照らせば、新しい宿主内での発現の点でも、あるいは選択淘汰の点でも、広範な生物のいかなる自然の遺伝子と比べても異なるといえる。
水平伝達の可能性に関する現在の論争は、多くの場合伝達可能性だけに焦点が絞られている。しかし、上で論議したように、伝達そのものは環境へのインパクトを生ずるものではない。もし、あったとすれば、どのような選択のインパクトなのかが問題である。
土壌内でのDNAの挙動に関する文献をいくつか挙げる。
敬具
文献
J. Maynard Smith et al.,
Population structure and evolutionary dynamics of
pathogenic bacteria,
Bioessays 22 (2000) 1115-1122.
J. P. Claverys et al.,
Adaptation to the environment: Streptococcus pneumoniae, a
paradigm for
recombination-mediated genetic plasticity, Molecular
Microbiology 35 (2000)
251-259.
H. Ochman et al., Lateral gene transfer and the nature of bacterial
innovation,
Nature 405 (2000) 299-304.
K. M. Nielsen et al., Horizontal gene transfer from transgenic plants
to terrestrial
bacteria - a rare event?
FEMS Microbiology Reviews 22 (1998) 79-103.
G-H. Lee and G. Stotzky, Transformation and survival of
donor,recipient,
transformants of Bacillus
subtilis in vitro and in soil,
Soil Biology & Biochemistry 31 (1999) 1499-1508.
K. M. Nielsen et al., Natural transformation of Acinetobacter sp.
strain BD413 with
cell lysates of
Acinetobacter sp., Pseudomonas fluorescens and Burkholderia
cepacia in soil microcosms,
Applied and Environmental
Microbiology 66 (2000) 206-212.
M. DrF6ge et al., Horizontal gene transfer among bacteria in
terrestrial and aquatic
habitats as assessed by microcosms and field
studies,
Biology and Fertility of
Soils 29 (1999) 221-245.
J. Davison, Genetic exchange between bacteria in the environment,
Plasmid 42 (1999) 73-91.
F. Widmer et al., Sensitive detection of transgenic plant marker gene
persistence
in soil microcosms,
Molecular Ecology 5 (1996) 603-13.
F. Widmer et al., Quantification of transgenic marker gene persistence
in the field,
Molecular Ecology 6 (1997)
1-7.
E. Paget et al., The fate of recombinant plant DNA in soil,
European Journal of Soil Biology 34 (1998) 81-88.
F. Gebhard and K. Smalla, Monitoring field releases of genetically modified
sugar
beets for persistence of
transgenic plant DNA and Horizontal gene transfer,
FEMS Microbiology Ecology 28
(1999) 261-272.
G. Ro manowski et al., Use of polymerase chain reaction and
electroporation of
Escherichia coli to monitor
the persistence of extracellular plasmid DNA
introduced into natural
soils,
Applied and Environmental Microbiology 59 (1993) 3438-3446.
G. Recorbet et al., Kinetics of persistence of chromosomal DNA from
genetically
engineered Escherichia coli
introduced to soil,
Applied and Environmental
Microbiology 59 (1993) 4289-4294.
K. M. Nielsen et al., Natural transformation and availability of
transforming DNA
to Acinetobacter
calcoaceticus in soil microcosms,
Applied and
Environmental Microbiology 63 (1997) 1945-1952.
K. M. Nielsen et al., Induced natural transformation of Acinetobacter
calcoaceticus
in soil microcosms.
Applied and Environmental Microbiology 63 (1997) 3972-3977.
K. M. Nielsen et al., Transformation of Acinetobacter sp.
BD413(pFG490nptII) with
transgenic plant DNA in soil
microcosms and effects of kanamycin on selection
of transformants,
Applied and Environmental
Microbiology 66, (2000) 1237-42.
S. A. E. Blum et al., Mechanisms of retarded DNA degradation and
prokaryotic origin
of DNases in non-sterile
soil,
Systematic and Applied
Microbiology 20 (1997) 513-521.
G. Romanowski et al., Adsorption of plasmid DNA to mineral surfaces and
protection
against DNase I,
Applied and Environmental
Microbiology 57 (1991 ) 1057-1061.
A.
Ogram et al., Effects of DNA polymer length on its absorption to soils,
Applied
and Environmental
Microbiology 60 (1994) 393-396.
M. Khanna and G. Stotzky, Transformation of Bacillus subtilis by DNA
bound on
montmorillonite and effect
of DNase on the availability of bound DNA, Applied
and Environmental
Microbiology 58 (1992) 1930-1939.
E. Paget and P. Simonet, On the track of natural transformation in
soil,
FEMS Microbiology
Ecology 15 (1994) 109-118.
E . Gallori et al., Transformation of Bacillus subtilis by DNA bound on
clay in
non-sterile soil, FEMS
Microbiology Ecology 15 (1994) 119-126.
M. G. Lorenz and W. Wackernagel, Bacterial gene transfer by natural
genetic
transformation in the
environment,
Microbiology Reviews 58
(1994) 563-602.
M. Vulic et al., Molecular keys to speciation: DNA polymorphism and the
control of
genetic exchange in
enterobacteria,
Proceedings of the National Academy of Sciences USA 94 (1997)
9763-9767.
J. Majewski et al., Barriers to genetic exchange between bacterial species:
Streptococcus pneumonia
transformation,
Journal of Bacteriology 18 2
(2000) 1016-1023.
K. M. Nielsen et al., Dynamics, horizontal transfer and selection of
novel DNA in
bacterial populations in the
phytosphere of transgenic plants,
Annals of Microbiology 51
(2001) (June issue, in press) [28]
P. Shen and H. V. Huang, Homologous recombination in Escherichia coli:
dependence
on substrate length and
homology, Genetics 112 (1986) 441-457
J. Majewski and F. M. Cohan, DNA sequence similarity requirements for
interspecific
recombination in Bacillus,
Genetics 153 (1999) 1525-1533.
P. Zawadzki et al., The log-linear relationship between sexual
isolation and sequence
divergence in Bacillus
transformation is robust,
Genetics 140 (1995) 917-932.
F. Gebhard, and K. Smalla. Transformation of Acinetobacter sp. Strain
BD413 by
transgenic sugar beet DNA,
Applied and Environmental
Microbiology 64 (1998) 1550-1554.
J. De Vries, and W. Wackernagel, Detection of npt-II (kanamycin
resistance) genes
in genomes of transgene by
marker-rescue transformation,
Molecular and General
Genetics 257 (1998) 606-613.
J. De Vries et al., The natural transformation of the soil bacteria
Pseudomonas
stutzeri and Acinetobacter
sp. by transgenic plant DNA depends strictly on
homologous sequences in the
recipient cells,
FEMS Microbiology Letters 195 (2001) 211-215.